Проведенные ранее пилотные исследования показали противоопухолевую активность производных пиримидин-4(1н)-она, блокаторов EGFR, в отношении меланомы В16/F10, в метастазировании которой важную роль играет активация неоангиогенеза. Цель исследования – изучение влияния нового ингибитора EGFR – натриевой соли 4-{2-[2-(4-гидрокси-3-метоксифенил)-винил]-6-этил-4-оксо-5-фенил-4H-пиримидин-1-ил}-бензсульфамида (6EPSVan-Na) на уровень VEGF-A и растворимых рецепторов sVEGFR1, sVEGFR2 в легких, подмышечных и паховых лимфоузлах мышей-самок при экспериментальной терапии меланомы В16/F10. Использовали мышей-самок C57BL/6 (n = 30) с подкожным ростом меланомы В16/F10, три группы по 10 особей: основная – внутримышечно 6EPSVan-Na (15,0 мг/кг), группа сравнения – перорально гефитиниб (43,4 мг/кг), контрольная – внутримышечно вода для инъекций. Схема введения: 5 дней введения, 2 дня перерыв (2 курса). На 18-е сутки – эвтаназия. Проведено гистологическое исследование лимфоузлов, легких. Методом ИФА в гомогенатах тканей легких, подмышечных и паховых лимфоузлов определяли содержание VEGF-А, sVEGFR1, sVEGFR2. В контрольной группе выявлено метастазирование в легкие, подмышечные и паховые лимфоузлы. Cодержание VEGF-A и sVEGFR1 в этих тканях возросло относительно показателей интактных мышей (р ≤ 0,05 – р ≤ 0,001); уровень sVEGFR2 в подмышечных лимфоузлах снизился в 1,7 раза, в паховых лимфоузлах и легких увеличился в 1,5 и 2,8 раза. 6EPSVan-Na ингибировал метастазирование в легкие (подобно гефитинибу) и снижал частоту синхронного поражения лимфоузлов (в отличие от гефитиниба). Введение 6EPSVan-Na и гефитиниба снижало содержание VEGF-A в легких в среднем в 2,5 раза относительно контроля. В подмышечных лимфоузлах применение 6EPSVan-Na уменьшало содержание VEGF-A в 2,1 раза, а введение гефитиниба – снижало уровень sVEGFR1 в 2,2 раза и повышало sVEGFR2 в 1,9 раза. В паховых лимфоузлах препараты снижали содержание sVEGFR1 в среднем в 2,0 раза, но после применения гефитиниба происходило нарастание уровня VEGF-A в 1,9 раза. Введение 6EPSVan-Na ассоциировалось со снижением частоты визуально выявляемых макрометастазов, морфологическими изменениями и более выраженным антиангиогенным влиянием.
Previous pilot studies have demonstrated the antitumor activity of pyrimidine-4(1H)-one derivatives, which are EGFR blockers, against B16/F10 melanoma, in the metastasis of which neovascularization activation plays an important role. Objective. To study the effect of a novel EGFR inhibitor – the sodium salt of 4-{2-[2-(4-hydroxy-3-methoxyphenyl)-vinyl]-6-ethyl-4-oxo-5-phenyl-4H-pyrimidin-1-yl}-benzenesulfonamide (6EPSVan-Na) – on the levels of VEGF-A and soluble receptors sVEGFR1, sVEGFR2 in the lungs, axillary and inguinal lymph nodes of female mice during experimental therapy of B16/F10 melanoma. Female C57BL/6 mice (n = 30) with subcutaneous B16/F10 melanoma growth were used, divided into three groups of 10 animals each: the main group – intramuscular administration of 6EPSVan-Na (15.0 mg/kg), the comparison group – oral administration of gefitinib (43.4 mg/kg), and the control group – intramuscular administration of water for injection. The administration schedule: 5 days of administration, 2 days of break (2 cycles). On day 18 – euthanasia. A histological examination of the lymph nodes and lungs was performed. The levels of VEGF-A, sVEGFR1, and sVEGFR2 in tissue homogenates of the lungs, axillary, and inguinal lymph nodes were determined using ELISA. Metastasis to the lungs, axillary, and inguinal lymph nodes was detected in the control group. The levels of VEGF-A and sVEGFR1 in these tissues increased relative to those in intact mice (p≤0.05 – p≤0.001); the level of sVEGFR2 decreased by 1.7 times in the axillary lymph nodes, while increasing by 1.5 times in the inguinal lymph nodes and by 2.8 times in the lungs. 6EPSVan-Na inhibited lung metastasis (similar to gefitinib) and reduced the incidence of synchronous lymph node involvement (unlike gefitinib). Administration of 6EPSVan-Na and gefitinib reduced VEGF-A levels in the lungs by an average of 2.5 times compared to the control. In the axillary lymph nodes, administration of 6EPSVan-Na reduced VEGF-A levels by 2.1 times, while gefitinib administration reduced sVEGFR1 levels by 2.2 times and increased sVEGFR2 levels by 1.9 times. In the inguinal lymph nodes, both drugs reduced sVEGFR1 levels by an average of 2.0 times; however, after gefitinib administration, VEGF-A levels increased by 1.9 times. The administration of 6EPSVan-Na was associated with a decrease in the frequency of visually detectable macrometastases, morphological changes, and a more pronounced anti-angiogenic effect.
1. D'Aguanno S., Mallone F., Marenco M., Del Bufalo D., Moramarco A. Hypoxia-dependent drivers of melanoma progression // J. Exp. Clin. Cancer Res. 2021. Vol. 40 (1). P. 159. DOI: 10.1186/s13046-021-01926-6.
2. Serratì S., Raho L., De Giosa G., Porcelli L., Di Fonte R., Fasano R., Lacal P. M., Graziani G., Iacobazzi R. M., Azzariti A. Unraveling vascular mechanisms in melanoma: roles of angiogenesis and vasculogenic mimicry in tumor progression and therapeutic resistance // Cancer Biol Med. 2025. Vol. 22 (11). P. 1327–1352. DOI: 10.20892/j.issn.2095-3941.2025.0048.
3. Malekan M., Haass N. K., Rokni G. R., Gholizadeh N., Ebrahimzadeh M. A., Kazeminejad A. VEGF/VEGFR axis and its signaling in melanoma: Current knowledge toward therapeutic targeting agents and future perspectives // Life Sci. 2024. Vol. 345. P. 122563. DOI: 10.1016/j.lfs.2024.122563.
4. Vanni I., Tanda E. T., Dalmasso B., Pastorino L, Andreotti V., Bruno W., Boutros A., Spagnolo F., Ghiorzo P. Non-BRAF Mutant Melanoma: Molecular Features and Therapeutical Implications // Front Mol Biosci. 2020. Vol. 7. P. 172. DOI: 10.3389/fmolb.2020.00172.
5. Kato H. Drug Therapy for Melanoma: Current Updates and Future Prospects // Cancers (Basel). 2026. Vol. 18 (3). P. 382. DOI: 10.3390/cancers18030382.
6. Sabbah M., Najem A., Krayem M., Awada A., Journe F., Ghanem G. E. RTK Inhibitors in Melanoma: From Bench to Bedside. Cancers (Basel). 2021. Vol. 13 (7). P. 1685. DOI: 10.3390/cancers13071685.
7. Pastwińska J., Karaś K., Karwaciak I., Ratajewski M. Targeting EGFR in melanoma - The sea of possibilities to overcome drug resistance // Biochim Biophys Acta Rev Cancer. 2022. Vol. 1877 (4). P. 188754. DOI: 10.1016/j.bbcan.2022.188754.
8. Lei X., Zhang Y., Mao L., Jiang P., Huang Y., Gu J., Tai N. Prognostic value of receptor tyrosine kinases in malignant melanoma patients: A systematic review and meta-analysis of immunohistochemistry // Front Oncol. 2022. Vol. 12. P. 819051. DOI: 10.3389/fonc.2022.819051.
9. Simiczyjew A., Pietraszek-Gremplewicz K., Dratkiewicz E., Podgórska M., Matkowski R., Ziętek M., Nowak D. Combination of Selected MET and EGFR Inhibitors Decreases Melanoma Cells' Invasive Abilities // Front Pharmacol. 2019. Vol. 10. P. 1116. DOI: 10.3389/fphar.2019.01116.
10. Кит О. И., Кодониди И. П., Франциянц Е. М., Каплиева И. В., Глушко А. А., Трепитаки Л. К. и др. Противоопухолевое действие нового ингибитора рецептора эпидермального фактора роста человека // Исследования и практика в медицине. 2024. Т. 11 (3). С. 54–64. DOI: 10.17709/2410-1893-2024-11-3-4.
11. Perez A. L., Zamora M., Bahena M., Aramburo-Williams R., Adan-Castro E., Granados-Carrasco D., Bertsch T., Triebel J., Martinez de la Escalera G., Robles J. P., Clapp C. The antiangiogenic peptide VIAN-c4551 inhibits lung melanoma metastasis in mice by reducing pulmonary vascular permeability // PLoS One. 2025. Vol. 20 (5). P. e0316983. DOI: 10.1371/journal.pone.0316983.
12. Giacobbe A., Abate-Shen C. Modeling metastasis in mice: a closer look // Trends Cancer. 2021. Vol. 7 (10). P. 916–929. DOI: 10.1016/j.trecan.2021.06.010.
13. Sun S., Zhang J., Wang N., Kong X., Fu F., Wang H., et al. Design and Discovery of Quinazoline- and Thiourea-Containing Sorafenib Analogs as EGFR and VEGFR-2 Dual TK Inhibitors // Molecules. 2018. Vol. 23 (1). P. 24. DOI: 10.3390/molecules23010024.
14. Pienta K. J., Goodin P. L., Amend S. R. Defeating lethal cancer: Interrupting the ecologic and evolutionary basis of death from malignancy // CA Cancer J. Clin. 2025. Vol. 75 (3). P. 183–202. DOI: 10.3322/caac.70000.
15. Peinado H., Zhang H., Matei I. R., Costa-Silva B., Hoshino A., Rodrigues G., Psaila B., Kaplan R. N., Bromberg J. F., Kang Y., Bissell M. J., Cox T. R., Giaccia A. J., Erler J. T., Hiratsuka S., Ghajar C. M., Lyden D. Pre-metastatic niches: organ-specific homes for metastases // Nat Rev Cancer. 2017. Vol. 17 (5). P. 302–317. DOI: 10.1038/nrc.2017.6.
16. Tomita T., Kato M., Hiratsuka S. Regulation of vascular permeability in cancer metastasis // Cancer Sci. 2021. Vol. 112 (8). P. 2966–2974. DOI: 10.1111/cas.14942.
17. Altorki N. K., Markowitz G. J., Gao D., Port J. L., Saxena A., Stiles B., McGraw T., Mittal V. The lung microenvironment: an important regulator of tumour growth and metastasis // Nat. Rev. Cancer. 2019. Vol. 19 (1). P. 9–31. DOI: 10.1038/s41568-018-0081-9.
18. Yang Y., Cao Y. The impact of VEGF on cancer metastasis and systemic disease // Seminars in Cancer Biology. 2022. Vol. 86 (3). P. 251–261. DOI: 10.1016/j.semcancer.2022.03.011.
19. Colotti G., Failla C. M., Lacal P. M., Ungarelli M., Ruffini F., Di Micco P., et al. Neuropilin-1 is required for endothelial cell adhesion to soluble vascular endothelial growth factor receptor 1 // FEBS J. 2022. Vol. 289 (1). P. 183–198. DOI: 10.1111/febs.16119.
20. Lee C., Kim M. J., Kumar A., Lee H. W., Yang Y., Kim Y. Vascular endothelial growth factor signaling in health and disease: from molecular mechanisms to therapeutic perspectives // Signal Transduct Target Ther. 2025. Vol. 10 (1). P. 170. DOI: 10.1038/s41392-025-02249-0.
21. Atzori M. G., Ceci C., Ruffini F., Scimeca M., Cicconi R., Mattei M., et al. The Anti-Vascular Endothelial Growth Factor Receptor 1 (VEGFR-1) D16F7 Monoclonal Antibody Inhibits Melanoma Adhesion to Soluble VEGFR-1 and Tissue Invasion in Response to Placenta Growth Factor // Cancers (Basel). 2022. Vol. 14 (22). P. 5578. DOI: 10.3390/cancers14225578.
22. Ceci C., Atzori M. G., Lacal P. M., Graziani G. Role of VEGFs/VEGFR-1 Signaling and its Inhibition in Modulating Tumor Invasion: Experimental Evidence in Different Metastatic Cancer Models // Int. J. Mol. Sci. 2020. Vol. 21 (4). P. 1388. DOI: 10.3390/ijms21041388.
23. Hirakawa S., Kodama S., Kunstfeld R., Kajiya K., Brown L. F., Detmar M. VEGF-A induces tumor and sentinel lymph node lymphangiogenesis and promotes lymphatic metastasis // J. Exp. Med. 2005. Vol. 201 (7). P. 1089–1099. DOI: 10.1084/jem.20041896.
24. Treskova I., Topolcan O., Windrichova J., Simanek V., Slouka D., Treska V., Kucera R. OPG, OPN, EGF and VEGF Levels at Individual Breslow Score Stages in Malignant Melanoma // Anticancer Res. 2018. Vol. 38 (8). P. 4907–4911. DOI: 10.21873/anticanres.12806.
25. Ruffini F., Failla C. M., Orecchia A., Bani M. R., Dorio A. S., Fortes C., et al. Expression of the soluble vascular endothelial growth factor receptor-1 in cutaneous melanoma: role in tumour progression // Br. J. Dermatol. 2011. Vol. 164 (5). P. 1061–1070. DOI: 10.1111/j.1365-2133.2010.10200.x.
26. Chen L., Lu Y., Wu J. M., Xu B., Zhang L. J., Gao M., Zheng S. Z., Wang A. Y., Zhang C. B., Zhang W. W., Lei N. Ligustrazine inhibits B16F10 melanoma metastasis and suppresses angiogenesis induced by Vascular Endothelial Growth Factor // Biochemical and biophysical research communications. 2009. Vol. 386 (2). P. 374–379 DOI: 10.1016/j.bbrc.2009.06.042.
27. Hsieh M. C., Hu W. P., Yu H. S., Wu W. C., Chang L. S., Kao Y. H., Wang J. J. A DC -81 -indole conjugate agent suppresses melanoma A375 cell migration partially via interrupting VEGF production and stromal cell - derived factor -1α -mediated signaling // Toxicology and applied pharmacology. 2011. Vol. 255 (2). P. 150–159 DOI: 10.1016/j.taap.2011.06.008.
28. Wan X., Zhu Y., Zhang L., Hou W. Gefitinib inhibits malignant melanoma cells through the VEGF/AKT signaling pathway // Mol. Med. Rep. 2018. Vol. 17 (5). P. 7351–7355. DOI: 10.3892/mmr.2018.8728.